Биологический каталог




Биоэнергетика. Введение в хемиосмотическую теорию

Автор Д.Д.Николс

а-зу адениновых нуклеотидов и фосфатный переносчик мы уже рассмотрели выше в связи с синтезом АТР (разд. 7.6). Поскольку окислительное фосфорилирование является универсальной функцией митохондрий, эти два переносчика всегда в них присутствуют. Основными субстратами митохондрий in vivo являются пируват и жирные кислоты, поэтому переносчики пирува-та и карнитина также широко распространены. Существование специфического переносчика пирувата было твердо установлено лишь относительно недавно. Дело в том, что пируват является монокарбоновой кислотой, и предполагалось, что он может проникать через липидный бислой без участия переносчика, как это происходит в случае ацетата (разд. 2.4). Однако кинетика с насыщением и существование специфического ингибитора транспорта — цианогидроксициннамата убедительно доказали участие в этом процессе переносчика. Как и в случае многих других переносчиков, здесь происходит либо антипорт пиру-ват_/ОН_, либо симпорт пируват_/Н+, что нельзя различить в условиях эксперимента.

Переносчик карнитина также был обнаружен недавно. Ранее предполагалось, что транспорт ацилкарнитина является

166 Глава 8

Таблица 8.1

Переносчики метаболитов в митохондриях

Переносчик Функция Ингибиторы

а) Транслоказа адениновых нуклеотидов --АТР4" Атрактилат Карбоксиатрактилат Бонгкрековая кислота

б) Фосфатный в) Дикарбоксилатный ^-^ ОН" Малатг"——»- Сульфгидрильные реагенты (N-этилма-леимид, мерсалил) Бутилмалона т

г) Трикарбоксилатный д) 2-Оксоглутаратный е) Глутамат-аспартат- ный 11итря;п+1-1+ , -<-з-^- Малат2" -«-^—Малат2 01u2"+ н+ _ » - -Q-ASD2- 1, 2, 3-бензилтри-карбоксилат Фенилсукцинат

ж) Глутаматный з) Пируватный Olu" _Q„H- Пир~ » --ОН" Цианогидроксицин -намат

и) Карнитиновый Ацилкарнитин4, jm. » -Карнитин+ Орнитин j-v. * --^_Н +

к) Орнитиновый

примером механизма транслокации групп (разд. 1.4), где лишь ацильная группа, но не карнитин пересекает мембрану. Переносчик карнитина способен обменивать карнитин на ацетилкар-нитин, а также на коротко- или длинноцепочечные ацилкарни-тины.

Во многих митохондриях существуют также переносчик 2-оксоглутарата (ос-кетоглутарата) и глутамат-аспартатный об-менник (табл. 8.1). Вместе они участвуют в челночном механизме малат-аспартатного обмена (рис. 8.2), который позволяет дыхательной цепи окислять цитоплазматический NADH, несмотря на то что внутренняя мембрана непроницаема для нук-

Взаимоотношения между органеллами и средой

167

Цитозоль Мембрана Матрикс

Рис. 8.2. Глутамат-аспартатный цикл и окисление цитоплазматического NADH. / —• цитоплазматический NADH окисляется цитоплазматической малатдегид-рогеназой; // — малат переносится в матрикс в обмен на 2-оксоглутарат (2-OG); /// — малат реокисляется до оксалоацетата (ОхАс) малатдегидроге-назой матрикса с образованием NADH в матриксе; IV— между оксалоаце-татом и глутаматом в матриксе происходит трансаминирование и образуются аспартат и 2-оксоглутарат, который затем выходит наружу в обмен на малат; V — В цитозоле происходит трансаминирование между 2-оксоглутаратом и аспартатом и регенерируется оксалоацетат и глутамат, который затем переносится в матрикс в симпорте с протоном и в обмен на аспартат (VI).

леотидов. Этот механизм позволяет ответить на вопрос, почему Eh пары NAD+/NADH в цитоплазме заметно выше (т. е. NADH менее восстановлен), чем в матриксе. Это термодинамическое неравенство определяется электрогенностью глутамат-аспартат-ного переносчика, который обменивает Glu2~ и протон на Asp21-.

Таким образом, если на мембране существует Дц,н+, этот процесс будет смещен в сторону накопления глутамата и выброса аспартата.

Еще один путь окисления цитоплазматического NADH возникает при работе а-глицерофосфатного челнока (рис. 8.3).

NADH

N AD+-

Дигидроксиацетонсросфа! сс-Глии,еросросфат

Дыхательная I цепь

Ж

Рис. 8.3. а-Глицерофосфатный челночный механизм окисления цитоплазматического NADH. / — цитоплазматическая NAD+-зaвиcимaя дегидрогеназа, //— митохондриальный фермент.

168 Глава 8

В этом механизме участвуют две дегидрогеназы а-глицерофос-фата, присутствующие в большинстве клеток. Цитоплазматиче-ский фермент окисляет NADH сопряженно с образованием а-глицерофосфата из дигидроксиацетонфосфата, а фермент, локализованный на наружной стороне внутренней мембраны митохондрий, окисляет а-глицерофосфат, подавая электроны прямо на UQ в дыхательной цепи. В этом случае направление процесса задается тем, что электроны передаются в пул хинонов при потенциале, близком к нулю (рис. 5.11).

Дикарбоксилатный и трикарбоксилатный переносчики весьма активны в митохондриях печени, но практически отсутствуют в миокарде. Оба они обеспечивают выброс из матрикса промежуточных соединений цикла трикарбоновых кислот, которые используются для глюконеогенеза и синтеза жирных кислот. Эти переносчики электронейтральны. В случае трикарбоксилат-ного переносчика это достигается благодаря симпорту протона с цитратом.

8.4. ТРАНСПОРТ КАЛЬЦИЯ В МИТОХОНДРИЯХ

(Обзоры: Bygrave, 1977; Carafoli, Crompton, 1977; Nicholls, Crompton, 1980; Saris, Akerman, 1980)

Необычайную способность митохондрий к накоплению Са2+ довольно просто объяснить в рамках хемиосмотической теории. Действительно, электрогенный транспорт двухзарядного катиона через мембрану, на которой поддерживается мембранный потенциал около 180 мВ, ведет к созданию равновесного градиента концентрации не менее 106 (рис. 3.5). Однако в связи ставим большим накоплением Са2+ возникают проблемы на уровне всей клетки. Можно полагать, что присутствие в матриксе Pi предотвращает повышение в нем свободной концентрации Са2+ более чем до 1 мМ, и, следовательно, равновесная концентрация Са2+ в цитоплазме не должна превышать 10_9М. В то же время большинство измерений концентрации свободного Са2+ в цитоплазме дает величины порядка Ю-6—10_7М. Единственный электрогенный переносчик Са2+ представляется не только слишком мощной, но и плохо регулируемой системой. Распределение Са2+ между матриксом и цитоплазмой оказывается в этом случае жестко связанным с величиной мембранного потенциала [уравнение (3.29)], что может неблагоприятно отразиться на синтезе АТР и распределении метаболитов.

Решение этой проблемы было найдено после открытия независимых механизмов выброса Са2^ в митохондриях печени (Puskin et al., 1976) и сердца (Crompton, Carafoli, 1976). В случае митохондрий сердца, мозга и бурого жира ионы Са2+ выбрасываются в обмен на Na+, а в случае печени они обмени-

Взаимоотношения между органеллами и средой

169

н+

< >

Са2+ 1 Га

v,sh2

¦Ч н+

< >

№+ 1Ма+

< >

Са2+ ) Гя5

Рис. 8.4. Стационарный циклический перенос Са2+ в митохондриях печени (слева) и сердца (справа). I—дыхательная цепь; // — Са2+/Н+-обмен в митохондриях печени; ///— Ыа+/Н+-обмен в митохондриях сердца; IV— Са2+/Ыа+-обмен в митохондриях сердца; V — Са2+-унипортер. Стехиометрии на рисунке не показаны.

ваются на протоны (рис. 8.4). Поскольку равновесное распределение ионов Са2+ при их выбросе и при работе унипортера различно (рис. 3.4), возникает медленный постоянный циклический ток Са2+ через мембрану, что приводит к небольшому снижению Ди.н+ (рис. 8.4). Такая система с различными путями выброса и входа ионов Са2+ обладает целым рядом преимуществ. Стационарный градиент концентрации Са2^ может быть в этом случае значительно ниже 106, причем он может регулироваться за счет изменения кинетических параметров любого- из транспортных путей без изменения Aip и синтеза АТР. Наконец, как и в случае любой циклической системы, регуляция может быть очень чувствительна: небольшое изменение скорости каждого из транспортных процессов может приводить к большому относительному изменению суммарного потока.

Существует целый ряд различных методов изучения транспорта Са2+ в митохондриях. Кроме прямого измерения концентрации Са2+ с помощью атомной абсорбционной спектроскопии можно использовать изотопные методы с применением "^Са2*, Са2+-селективные электроды, а также металлохромные индикаторы, такие, как арсеназо III, которые меняют свой спектр при связывании Са2+ (Scarpa, 1979).

Существование независимого пути выхода Са2+ легко показать, если избирательно блокировать ингибитором путь входа после того, как достигнуто стационарное состояние. Одним из таких ингибиторов служит рутениевый красный — реагент на

170 Глава 8

Рутениевый / красный I Nad

Рис. 8.5. Ыа+-3ависимый выход Са2+ из митохондрий сердца (Crompton et al., 1976). Митохондрии из сердца инкубировали в среде с К.С1 в присутствии 70 нмолей Са2+ на 1 мг белка. После добавки субстрата (сукцината) наблюдалось поглощение Са2+ за счет работы унипортера (/), система выброса Са2+ при этом не функционирует, так как в среде отсутствует Na+. После добавки рутениевого красного, блокирующего унипортер, транспорт Са2+ практически прекращается (//). Затем был добавлен 13 мМ NaCl, механизм выброса активировался и наблюдался полный выход накопленного Са2+, поскольку унипортер по-прежнему был блокирован (III).

гликопротеины, который ингибирует Са2+-унипортер в очень низких концентрациях. Путь выхода при этом не затрагивается, и можно наблюдать выход Са2* из матрикса (рис. 8.5), даже если Дгр слишком высок для того, чтобы выход происходил за счет обращения унипортера. Унипортер можно также блокировать некоторыми поликатионами, такими, как Mg2* и лантаноиды (они подавляют и выход Са2+, но в более высоких концентрациях) .

Стационарный циклический ток Са2*, Н+ и Na+ (в митохондриях сердца) не сопровождается переносом значительного количества ионов через мембрану (рис. 8.4). В то же время при суммарном накоплении Са2+ перенос катиона должен быть скомпенсирован. В отсутствие проникающей слабой кислоты перенос зарядов при накоплении Са2+ компенсируется за счет выброса протонов при работе дыхательной цепи со стехиометрией 2Н+/Са2+. Это приводит к быстрому повышению ДрН и снижению Дф на мем

страница 30
< К СПИСКУ КНИГ > 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35

Скачать книгу "Биоэнергетика. Введение в хемиосмотическую теорию" (1.67Mb)


[каталог]  [статьи]  [доска объявлений]  [обратная связь]

п»ї
Rambler's Top100 Химический каталог

Copyright © 2009
(30.04.2017)