жную электрогенность первичных реакций фотосинтеза, т. е. на сопряженный с ними перенос заряда через мембра-

j_L

400 500 600 700

Л, нм

Рис. 6.4. Индуцированные светом электрохромные изменения поглощения в хлоропластах (Junge, 1977). На графике показан дифференциальный спектр (разд. 5.2), возникающий благодаря индуцированному светом красному сдвигу спектра поглощения пигментов. Большой пик при 518 нм обусловлен в основном каротиноидами и обозначается как «сдвиг спектра каротиноидов».

Фотосинтетические генераторы протонного потенциала

137

2Н+

Мембрана

X-*-UQj — 1%

2е

1Тространствоу внутри хроматофора

Рис. 6.5. Организация бактериального РЦ в мембране.

ну. В то же время следует помнить, что каротиноиды реагируют на локальное поле в мембране, которое может не совпадать с полем, создаваемым разностью потенциалов между водными фазами по обе стороны мембраны (разд. 3.6). В темноте также можно вызвать сдвиг спектра каротиноидов в том же направлении, что и на свету, если создать диффузионный потенциал К+ в присутствии валиномицина так, чтобы внутреннее пространство хроматофоров было заряжено положительно.

Большая часть экспериментальных данных указывает на то, что РЦ пересекают всю толщину мембраны (рис. 6.5). Непосредственный донор электронов для Р — цитохром с2 — расположен на внутренней поверхности мембраны хроматофоров, которая соответствует периплазматической поверхности мембраны интактных бактерий (разд. 1.4). Его можно отделить от клеток после разрушения клеточной стенки. В то же время при восстановлении UQh (разд. 6.2) в препаратах хроматофоров (рис. 6:5) протоны присоединяются из внешней среды.

Помимо переноса электронов от Р на X сдвиг спектра каротиноидов позволяет различить еще два электрогенных процесса. Один из них коррелирует с переносом электронов от цитохрома с2 на Р, а другой связан с процессами, сопровождающими перенос электронов от UQi на цитохром с2 (см. ниже).

После одиночной вспышки света сдвиг спектра каротиноидов исчезает со скоростью, которая коррелирует со скоростью рассеивания градиента протонов, причем она может резко возрастать при добавлении протонофора. Таким образом, несмотря на то что каротиноиды реагируют на локальные поля в мембране, измерения спектрального сдвига позволяют следить также за спадом трансмембранной разности потенциалов между водными фазами.

138 Глава 6

Путь переноса электронов из общего пула убихинонов до цитохрома с2 полностью не выяснен. В случае Rps. sphaeroides удается идентифицировать 3 Fe/S-белка, а также 2 или 3 цитохрома типа Ь, различающиеся по величине fm.7 (—90 мВ, + 50 мВ, +15 мВ соответственно). Для выяснения механизма переноса существенны следующие два наблюдения. Во-первых, в присутствии валиномицина (препятствующего образованию Дф) стехиометрия переноса протонов в хроматофорах составляет 2Н+/е_, если свет подается последовательными вспышками, каждая из которых индуцирует один цикл переноса электронов. Во-вторых, анализ сдвига спектра каротиноидов в ответ на одну такую вспышку указывает на существование третьей медленной электрогенной стадии. Чувствительность этого процесса к ингибиторам по аналогии с митохондриями (разд. 5.8) свидетельствует об участии в нем цитохромов типа Ь. Приведенные

данные не согласуются с простейшим предположением о том, что циклический перенос электронов завершается благодаря диффузии UQH2 через мембрану и прямому восстановлению цитохрома с2, при котором протоны освобождаются внутрь хроматофора. Такой механизм должен приводить к стехиометрии Н+/е_= 1 и не должен включать медленной электрогенной стадии. Кроме того, он был бы не эффективен: разность редокс-потенциалов между UQ и цито-хромом с2 соответствует второму «пункту сопряжения» трансмембранного переноса протонов.

Редокс-переносчики циклического пути очень сходны с компонентами протонтранспор-тиого комплекса III в митохондриях (разд. 5.8). Как и в случае митохондрий, здесь отсутствует переносчик Н-атомов, необходимый для транспорта протонов по механизму петли. Можно предполагать, что циклический перенос электронов включает механизм Q-цикла,

Рис. 6.6. Возможные пути переноса электронов, сопряженного с транспортом протонов в пурпурных бактериях. А. «Двухпетельная» схема, включающая переносчик атомов водорода (Н++е-) (Wright et al., 1978). Б. Схема Q-цикла (button, Prince, 1978).

Фотосинтетические генераторы протонного потенциала

139

-400

Ет,мВ

+ 800

hv

1 ; 1 •

М

bs FeS

i : И

- с,

-nadVnadh

• Сукцинат /Фумарат

¦•>-(а, аъ) Т

(1/2о2/н2о)

Рис. 6.7. Пути переноса электронов в Rps. sphaeroides. Штриховые стрелки показывают поток электронов при циклическом пути переноса. Сплошные

стрелки показывают Дцн+-зависимый перенос электронов от сукцината на NAD+. Пунктирные стрелки соответствуют аэробной дыхательной цепи после индукции терминальной оксидазы. Показана упрощенная схема; в ней не рассмотрены стадии переноса электронов в районе цитохромов Ь.

где восстановление пула UQ происходит в две стадии с образованием семихинона (рис. 6.6). Следует отметить, однако, что ни одна из существующих моделей (две из них показаны на рис. 6.6) не может объяснить все имеющиеся данные, и истинный механизм пока еще не установлен. ^

Циклический перенос электронов приводит к генерации Дцн+» но не вызывает образования восстановительных эквивалентов, таких, как NADH или NADPH, необходимых для биосинтезов. В пурпурных серных бактериях донорами электронов для восстановления нуклеотидов служат H2S или S20|~, а в несерных пурпурных бактериях — малат и сукцинат. Поскольку редокс-потенциалы компонентов цепи циклического переноса электронов выше, чем у пары NAD(P)+/NAD(P)H, прямого восстановления никотинамидных нуклеотидов, как в случае хлоропластов (разд. 6.4), не происходит. Оно идет за счет Дцн+-зависимого обратного переноса электронов (разд. 4.7, рис. 6.7).

Большинство видов бактерий группы Rhodospirillaceae могут расти в аэробных условиях в темноте. Кислород подавляет синтез БХ и каротиноидов, так что РЦ в таких клетках не об-

140 Глава 6

разуются. В то же время сохраняются цитохромы b и с и индуцируется синтез терминальной оксидазы, которая в случае Rps. sphaeroides представляет собой Cu-содержащий белок, очень сходный с митохондриальным комплексом IV (разд. 5.9). Таким образом, в бактериях возникает полная дыхательная цепь, состоящая из предсуществовавших цитохромов, индуцированной оксидазы и пути обратного переноса электронов от хи-нонов на NAD(P)H (рис. 6.7). Становится также понятен биологический смысл сходства между редокс-переносчиками фотосинтетической электронтранспортной цепи и митохондриальным комплексом III. Циклический фотосинтетический перенос электронов можно реконструировать в аэробно выращенных клетках, если добавить к ним in vitro РЦ и комплексы антенн.

6.4. ПУТЬ ПЕРЕНОСА ЭЛЕКТРОНОВ В ХЛОРОПЛАСТАХ

(Обзоры: НШ, 1965; Trebst, 1976; Crofts, Wood, 1977; Hauska, Trebst, 1977; Junge, 1977; Blankenship, Parsons, 1978; Witt, 1979)

Фотосинтетический перенос электронов в хлоропластах отличается от бактериального двумя следующими признаками:

1) первый процесс не является циклическим и приводит к сте-хиометрическому окислению Н20 и восстановлению NADP+;

2) в нем последовательно протекают две светозависимые реакции, что позволяет перекрыть перепад редокс-потенциала между парами Н20/ —02 и NADP+/NADPH (рис. 6.1).

Присутствие двух различных РЦ в одной мембране затрудняет их выделение и очистку. Всю информацию в этом случае приходится добывать при исследовании интактных мембран тилакоидов, где в фотореакциях участвует лишь менее 1% пигментов, а остальные выполняют функции антенн (Bennett, 1979). Отсюда следует, что эксперименты с тилакоидами требуют очень чувствительных методов измерения.

Перенос электронов в хлоропластах в общих чертах представлен на рис. 6.8. Первичный донор электронов в фотосистеме I, обозначаемый как Р700, представляет собой димер хлорофилла а и имеет много общего с бактериальным Р370. Потенциал полувосстановления невозбужденной формы Р7оо составляет ~ +450 мВ. При возбуждении потенциал сдвигается в отрицательную область (рис. 6.9) и комплекс испускает электрон. Сдвиг спектра каротиноидов (разд. 6.3), который был впервые зарегистрирован именно в хлоропластах, указывает на то, что электрон переносится через мембрану быстрее чем за 20 не. Природа первичного акцептора электронов в фотосистеме I не ясна, однако установлено, что связанный ферредоксин с Emj около —570 мВ восстанавливается очень быстро. Перенос элект-

Фотосинтетические генераторы протонного потенциала

141

нго— s-|t-*-

"680 320

D2 PS

hv h"

DCMU DBM1B CN" П ¦Й-^ P Q -If f. PC -tf—IP7 0'D —)

I I

Д

ui pst

—Fd—»FAD — NADP+

Рис. 6.8. Линейная последовательность переноса электронов в хлоропластах (Hauska, Trebst, 1977). Ингибиторы переноса электронов: NH2OH, DCMU (1\т-дихлорфенил-1Ч'-диметилмочевина), DBMIB (дибромметилнзопропил-п-бен-зохинон) и CN- действуют в пунктах, указанных на схеме. D2— доноры электронов для фотосистемы II (например, бензндин, катехол). А2 — акцепторы электронов для фотосистемы II [например, феррицианид, кремниймо-либдат, фенилендиамины, бензохиноны, DAD (диаминодурен)]. Dj — доноры для фотосистемы I, например восстановленный фенилендиамин, DPIPH2 (восстановленный 2,6-дихлорфенолнпдофенол). А, — акцепторы для фотосистемы I, например феррицианид, NADPH", MV (метилвиологен), AQ (антрахннон-2-сульфонат).

-1000

-500 ~ Е'т, мВ

О

+500

+ 1000

y20t/H20-*S

hv

Q-^PQ'

/.PC ж

Fd •

FAD

PS,

4 .

NADP

Рис. 6.9. Перенос электронов в хлоропластах и редокс-потенциалы переносчиков.

ронов на NADP+ завершается ферредоксин — ЫАОР+-редукта-зой.

Ревосстановление первичного донора Р^д происходит в течение 200 мке при участии пластоцианина (PC) — Cu-срдержаще-го белка, который работает как двухэлектронный переносчик и имеет fm около +370 мВ. В литературе имеются данные об участии в этом процессе цитохрома f — правда, они довольно противоречивы.

Фотосистема II