зматическими тирозинкиназами (Rhee, 1991; Wahl et al., 1992). Так, связывание эпидермального фактора роста или фактора роста тромбоцитов с рецепторами, имеющими собственную тирозинкиназную активность, вызывает димеризацию рецепторов, активацию тирозинкиназы и быстрое аутофосфорилирование рецепторов. В результате аутофосфорилирования рецепторов образуются участки для связывания SHi-доменов ФЛС-yl или ФЛС-у2. В результате происходит фосфорилирование остатков тирозина 771, 783 и 1254 на ФЛС-yl или остатков тирозина 753 и 759 на ФЛС-у2 (экспрессированной в основном в гематопоэтических клетках). После фосфорилирования по тирозину ФЛС-yl и ФЛС-у2 транслоцируются из цитоплазмы к мембране и вызывают гидролиз фосфоинозитидов (Nishizuka, 1995). Обнаружено также, что фосфорилирование тирозина ФЛС-yl приводит к ее транслокации к актиновым филаментам; во взаимодействии с филаментами участвует 5Нз-домен ФЛС-yl (Yang et al., 1994). Можно предположить, что это взаимодействие с цитоскелетом способствует транслокации фермента к его субстрату в мембране.

Активация Р-изоформ ФЛС происходит при взаимодействии агонистов с рецепторами, связанными с G-белками. Показано, что ФЛС-PL ФЛС-(Ь2 и ФЛС-РЗ активируются о.-субьединицамн Gq-белков (Smrcka et al., 1991; Smrcka, Sternweis, 1993; Lee, Rhee, 1995). ФЛС-рЗ и в меньшей степени ФЛС-Р2 и ФЛС-pi также активируются Ру-субъединицами G-белков (Camps et al, 1992; Smrcka, Sternweis, 1993). ач-субьединицы Gq-белков и Ру-димеры G-белков взаимодействуют с разными участками ФЛС-р. ач-субьединицы связываются с С-терминальным фрагментом, следующим за Y-доменом, в то время как Ру-димеры взаимодействуют с N-терминальным участком, предшествующим Х-домену (Lee, Rhee, 1995). Наличие разных участков связывания для aq- и ру-субьединиц свидетельствует о том, что Р-изоформы ФЛС могут аддитивно активироваться aq- и Ру-субьединицами.

В последнее время показано, что рецепторы, связанные с G-белками, активируют не только Р-изоформы ФЛС, но могут стимулировать и ФЛС-yI (Dhar, Shukla, 1994).

Каталитическая активность всех изоформ ФЛС зависит от Са"+ (Crooke, Bennet, 1989). Центр связывания Са2" находится, по-видимому, на самой молекуле ФЛС. Показано, что ФЛС-8 и ФЛС-у имеют последовательности, сходные с так называемой EF-рукой - доменом, обеспечивающим высокоаффинное связывание Са" в кальмодулине и некоторых других Са"+-связывающих белках (Bairoch, Сох, 1990). ФЛС очень специфична в отношении фосфоинозитидов и практически не гидролизует другие типы фосфолипидов. Предпочтительными субстратами являются Р1Р2 и фосфатидилинозитол-4-фосфат (Р1Р).

В структуре всех изоформ ФЛС отсутствуют гидрофобные фрагменты, которые могли бы обеспечивать их взаимодействие с мембраной (Crooke, Bennett, 1989; Rhee et al., 1989). Тем не менее, с помощью специфических антител можно идентифицировать связанные с мембранами у-изоформы (Rhee et al., 1989). До сих пор остаются неясными механизмы связи ФЛС с мембраной. Возможны как специфическая ассоциация с какими-либо белковыми (G-белки, рецепторы агонистов) и/или липидными компонентами мембран, так и посттрансляционные модификации типа ацилирования жирными кислотами (Morris et al., 1990).

4.2.2. Фосфатндилинозитол-4,5-дифосфат (PIP2)

Активация ФЛС приводит не только к образованию двух вторичных мессенджеров DAG и 1Р3, но и к уменьшению концентрации Разделяющегося минорным компонентом мембранных липидов. При стимуляции клеток может гидролизоваться до 50% от общего количества Р1Р2 в клетке. Известно также, что весь клеточный пул Р1Р2 не доступен для ФЛС. Следовательно, в области активированной ФЛС концентрация Р1Р2 может упасть практически до нуля и оставаться на этом уровне до нового синтеза. В последнее время стало очевидным, что Р1Р2 является важным компонентом нескольких путей внутриклеточной сигнализации, и флуктуации концентрации Р1Р2 могут играть мессенджерную роль в клетке (Lee, Rhee, 1995). Так, показано, что Р1Р2 служит кофактором для фосфолипазы D, вызывающей гидролиз фосфатидилхолина до фосфатидной кислоты и холина. Кроме того, Р1Р2 служит участком связывания в мембране для белков, содержащих РН-домены (Harlan et al., 1994). РН-домен обнаружен во многих сигнальных белках, таких как плекстрин, во всех изоформах ФЛС, в киназе р-адренергических рецепторов. Р1Р2 участвует в локализации этих белков на поверхности мембраны. Таким образом, уменьшение концентрации Р1Р2 при активации ФЛС может приводить к освобождению многих сигнальных белков с поверхности мембраны (Lee, Rhee, 1995).

Обнаружено также, что Р1Р2 регулирует сборку/разборку актиновых филаментов в клетке (Aderem, 1992; Luna, Hitt, 1992; Janmey, 1994; Martin, 1998). Показано, что PIP2 может взаимодействовать с целым рядом актин-связывающих белков: профилином, изолирующим мономеры актина; гельзолином, виллином, северином, разрывающими ("разрезающими") актиновые филаменты; а-актинином, сшивающим актиновые филаменты между собой (Fukami et al., 1994; Janmey, 1994, 1998). Взаимодействие актин-связывающих белков с Р1Р2 обычно способствует полимеризации актина, в то время как связывание этих белков с Са"+ приводит к деполимеризации актиновых филаментов. Таким образом, снижение уровня Р1Р2 в совокупности с увеличением [Са"*]: способствует деполимеризации филаментов (Lee, Rhee, 1995).

В опытах in vitro показано, что Р1Р2 прочно связывается с профилином (мол. массой 12-15 кДа), что приводит к диссоциации комплекса профилина с актином, освобождению мономеров актина и полимеризации актиновых филаментов (Aderem, 1992; Lee, Rhee, 1995). В интактных клетках профилин прочно связан с Р1Р2 и не участвует в перестройках цитоскелета. Кроме того, Р1Р2, связанный с профилином, не доступен для гидролизующего действия различных изоформ ФЛС. Обнаружено, однако, что при активации рецепторов с собственной тирозинкиназной активностью (рецепторов ЭФР, рецепторов фактора роста тромбоцитов) и при фосфорилировании по тирозину ФЛС-у 1, фосфорилированная ФЛС-yl может вызывать гидролиз Р1Р2, связанного с про